Biophotonique

L’équipe BioPhotonique mène des recherches à la frontière entre la physique et les sciences de la vie. Notre approche expérimentale d’étude des systèmes biologiques complexes repose sur la physique de l’interaction de la lumière avec le milieu biologique en utilisant des techniques microscopiques et spectroscopiques.

Nous développons et utilisons diverses approches optiques (non) linéaires et biomécaniques afin d’étudier les assemblages moléculaires, les cellules vivantes et les tissus. Le groupe possède son propre plateau de BioImagerie incluant les technologies suivantes : microscope optique-fluorescence, microscopie à force atomique, microscopie multiphotonique (génération cohérente de second harmonique – SHG), imagerie BCARS Raman ainsi que la spectroscopie de diffusion de la seconde harmonique (SHS). Notre approche multimodale permet de mesurer des signaux physiques pertinents (optique non linéaire et nanomécanique) sous-jacents à diverses pathologies pour mieux comprendre les modifications biologiques, avec pour objectif d’évaluer les signature morphologique et spectrale ainsi que le comportement biomécanique des tissus, cellules ou biofluides en état maligne et pathologique.

Par l’imagerie multiphotonique, nous étudions la réponse optique non linéaire (fluorescence excitée à deux photons et génération de second harmonique) des systèmes biomoléculaires comme le collagène, les microtubules, les myofibrilles, les sarcomères dans des structures biologiques très variées telles que les cellules cancéreuses, les cardiomyocytes, les cellules souches, la moelle épinière, les tissus musculaires ou cardiaques suivant dans un modèle murin. Les algorithmes d’analyse et de traitement des signaux SHG développés au sein de notre laboratoire sont utilisés pour quantifier la densité, la longueur, la tortuosité et l’orientation des myofibrilles, des sarcomères et des fibres de collagène.

La diffusion de la seconde harmonique (SHS) est utilisée pour étudier la réponse non linéaire de systèmes (bio)moléculaires comme le collagène, les bases d’ADN en solution. Des informations sur la structure moléculaire et la symétrie peuvent être obtenues par des expériences SHS résolues en polarisation.

Pour l’évaluation multiparamétrique des modifications structurelles et métaboliques, nous avons mis en œuvre au sein de notre laboratoire un microscope BCARS (Broadband Coherent Anti-stokes Raman Spectroscopy). Ce dispositif optique permet d’observer avec une grande spécificité les empreintes chimiques des cellules, tissus ou biofluides et est basé sur la détection de bandes moléculaires dans la région d’énergie 500-1500 cm^-1. Ce système peut sonder simultanément plusieurs transitions Raman, pour permettre une imagerie « chimique » des tissus biologiques avec un contraste moléculaire amélioré.

La microscopie à force atomique (AFM) en mode imagerie et spectroscopie de force est utilisée pour obtenir des images à haute résolution (nano-micro) de cellules vivantes ou des tissus ainsi que pour mesurer leur réponse biomécanique à l’échelle nanométrique en termes de module élastique (Module de Young). Nos études indiquent la concomitance de modifications structurelles et mécaniques importantes dans le cas d’un tissu ou d’une cellule malade.

Thèmes de recherche :

L’équipe Biophotonique a récemment travaillé sur les sujets de recherche collaboratifs suivants :

1. Élaboration des capteurs photoniques fonctionnalisés par voie peptidique pour la détection moléculaire à haute sensibilité ; application de microcavités en silicium poreux (PSi) pour le sérodiagnostic sans marquage du cancer (Univ. Sans Luis Potosi, Univ Cuernavaca -Mexique)
2. Stratégies de fonctionnalisation sélective des guides d’ondes en chalcogénure (Inst. Charles Gerhardt Montpellier)
3. Microscopie optique non linéaire des tissus dentaires pour la détection sans marquage des carries; études Raman de la différenciation des cellules souches dentaires et suivi de l’absorption des médicaments ; propriétés rhéologiques 3-D et orientation des fibres de collagène dans les ligaments parodontaux murins. (Laboratoire Bioingénierie et Nanosciences UR UM104, Université Montpellier)
4. Biophysique de la régénération des neurones sensoriels et moteurs; nanobiomécanique des myotubes et rôle des lymphocytes T dans la mort des motoneurons chez des souris atteintes de SLA (Institut de Neurosciences Montpellier UMR1298 INSERM – Université de Montpellier)
5. Dynamique d’assemblage des micelles de caséine, morphologie et nanomécanique des nanogels de micelles de caséine (IATE – Univ. Montpellier, UMR 1208 INRA, CIRAD SUPAGRO)
6. Organisation des fibres de collagène et durcissement tissulaire : marqueurs de la cicatrisation fibreuse après lésion médullaire chez la souris révélée par imagerie à force AFM et microscopie multiphotonique (MMDN, U1198, Université de Montpellier, INSERM, École Pratique des Hautes Études)
7. Etude par génération de second harmonique de la structure interne ainsi que de remodelage des cardiomyocytes dystrophin-déficients (PhyMedExp Inserm U1046-CNRS UMR9214-University of Montpellier)
8. Diffusion Hyper Rayleigh des nucléotides de l’ADN en solution aqueuse (Institut Lumière Matière, Lyon)

Instrumentation :

L’équipe Biophotonique dispose des instrumentations suivantes :

• Spectroscopie optique par guide d’onde (OWLS)
• Microscope optique inversé (Nikon-TE2000) fonctionnant également en mode de contraste d’épi-fluorescence et d’interférence différentielle (Nomarski)
• Microscopie à force atomique (MFP3D-Asylum Research) monté sur un microscope optique inversé (Olympus) fonctionnant également en épi-fluorescence et contraste de phase
• Microscope multiphoton monté sur un microscope droit (SliceScope, Scientifica Ltd) équipé d’une tête de balayage galvanométrique ; imahgerie en fluorescence à deux photons et en génération de second harmonique
• Spectroscopie de diffusion de second harmonique (SHS) résolue en polarisation
• Imagerie par spectroscopie Raman cohérente à large bande (BCARS)

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